组成图示
点击图片查看大图 · 依据论文自动绘制
传感器类型
电化学生物传感器
检测对象
甲醇（methanol）、乙醇（ethanol）、1-丙醇（1-propanol）；样品基质为磷酸盐缓冲液及酒精饮料（Pineau、Ricard pastis、Beaumes de Venise 白葡萄酒）
检测原理
AOX 在外层 PVA 膜中催化短链伯醇氧化：RCH2OH + O2 → RCHO + H2O2。CAT 在内层膜中分解 H2O2 为 O2 和 H2O，并可催化乙醇与 H2O2 生成乙醛和水；该双酶体系再生 O2 维持 AOX 反应，并降低 H2O2 对 AOX 的失活。酶促反应在膜内产生/改变离子，缓冲物种介导离子传输，使互指微电极间局部电导升高。差分电极对施加 10 mV、100 kHz 交流电压，锁相放大器读取电导变化；醇浓度越高，稳态电导增量越大，在线性范围内与浓度成正比。
检测灵敏度
甲醇: LOD 0.5 µM (S/N = 3)；线性范围: up to 75 µM；灵敏度: 0.394 ± 0.004 µS µM−1 (n = 5)。乙醇: LOD 1 µM (S/N = 3)；线性范围: up to 70 µM；灵敏度: 0.363 ± 0.005 µS µM−1；相关系数: 0.9983。1-丙醇: LOD 3 µM (S/N = 3)；线性范围: up to 65 µM；灵敏度: 0.317 ± 0.006 µS µM−1。
效应效果
短期重现性：3 个传感器在 30–70 µM 测试，同一传感器 5 次测量 CV 为 1.5%–4%。长期稳定性：4 °C、20 mM PBS（pH 7.2）储存，每周测 2–3 次，3 个月稳定，4 个月后保留 95%。抗干扰：50 µM 乙醇、1:1 摩尔比下，乙酸、乳酸、抗坏血酸、苹果酸、草酸、柠檬酸、酒石酸和葡萄糖无显著影响。实际样品：三种法国酒精饮料 100 倍稀释后测定，Pineau 17.3±0.3%（标称 17%）、Ricard pastis 45.5±0.1%（标称 45%）、Beaumes de Venise 16±0.2%（标称 15.5%），与厂商标称一致。作者认为其快速、简单，适合食品与酒精饮料分析。
传感器的构成
- 基底/换能器电极：陶瓷基底（ceramic substrate）上真空沉积 50 nm 铬（Cr）粘附层和 150 nm 金（Au）互指薄膜微电极（IDMEs），提供差分电导测量界面
- 参考电极封闭层：10% (m/v) 牛血清白蛋白（BSA）与 10% (m/v) 甘油（glycerol）混合物涂覆参考电极对，用于差分抵消背景
- 内酶识别层：4% (m/v) 过氧化氢酶（catalase, CAT）固定于 20 mM 磷酸盐缓冲液（PBS, pH 7.2）/6% BSA/10% glycerol 中，分解 H2O2 并再生 O2
- 外酶识别层：醇氧化酶（alcohol oxidase, AOX）固定于同型 PBS/BSA/glycerol 溶液中，催化醇氧化生成乙醛和 H2O2
- 光交联固定层：10% (m/v) 光可聚合苯乙烯吡啶鎓基聚乙烯醇（PVA-SbQ）覆盖两对电极，365 nm UV 照射 20 min 形成 photoreticulated PVA 膜
- 测量介质层：5 mM 磷酸盐缓冲液（PBS, pH 7.2）作为离子传导介质，缓冲物种参与膜内离子介导传输
- 信号读出层：低频波形发生器/锁相放大器（SR830 lock-in amplifier）施加 10 mV、100 kHz 交流电压，差分读取电导变化
中文摘要
本研究开发了一种用于短链伯脂肪醇测定的新型电导式生物传感器。传感器通过将 Hansenula 属酵母醇氧化酶（AOX）和牛肝过氧化氢酶（catalase）共固定于光交联聚乙烯醇（PVA）膜中，并构建于互指微电极表面。加入醇后，局部电导迅速升高，约 10 min 内达到稳态；90% 稳态响应时间约 5 min。传感器对甲醇灵敏度最高（0.394±0.004 µS µM−1，n=5），并随醇链长增加而降低。甲醇、乙醇和 1-丙醇的线性范围分别至 75 µM、70 µM 和 65 µM，检出限分别为 0.5 µM、1 µM 和 3 µM（S/N=3）。在 4 °C、20 mM 磷酸盐缓冲液（pH 7.2）中每周测量两至三次，3 个月内酶活性无明显损失；4 个月后仍保留 95% 初始信号。乙醇响应不受乙酸、乳酸、抗坏血酸、苹果酸、草酸、柠檬酸、酒石酸或葡萄糖显著影响。该双酶传感器成功用于不同酒精饮料中乙醇的测定。
英文摘要
A new conductometric biosensor has been developed for the determination of short chain primary aliphatic alcohols. The biosensor assembly was prepared through immobilization of alcohol oxidase from Hansenula sp. and bovine liver catalase in a photoreticulated poly(vinyl alcohol) membrane at the surface of interdigitated microelectrodes. The local conductivity increased rapidly after alcohol addition, reaching steady-state within 10 min. The sensitivity was maximal for methanol (0.394+/-0.004 microS microM(-1), n=5) and decreased by increasing the alcohol chain length. The response was linear up to 75 microM for methanol, 70 microM for ethanol and 65 microM for 1-propanol and limits of detection were 0.5 microM, 1 microM and 3 microM, respectively (S/N=3). No significant loss of the enzyme activities was observed after 3 months of storage at 4 degrees C in a 20mM phosphate buffer solution pH 7.2 (two or three measurements per week). After 4 months, 95% of the initial signal still remained. The biosensor response to ethanol was not significantly affected by acetic, lactic, ascorbic, malic, oxalic, citric, tartaric acids or glucose. The bi-enzymatic sensor was successfully applied to the determination of ethanol in different alcoholic beverages.