组成图示
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传感器类型
全细胞生物传感器
检测对象
N-酰基高丝氨酸内酯（AHLs，含 3OC6HSL、3OC12HSL、C4HSL）、群体感应抑制/降解活性（QQ）；样品基质：环境样品（土壤/植物根际、水体）富集上清及细菌 TSB 培养上清
检测原理
QSIS2 生物传感器为铜绿假单胞菌 lasI rhlI 双突变株，携带 pLasB-SacB1 质粒，其 AHL 诱导致死系统以 AHL 为识别底物。当样品中 AHL（如 3OC6HSL、3OC12HSL、C4HSL）存在时，AHL 进入传感器细胞并结合 LuxR 同源受体，激活 LasB 启动子驱动 SacB 表达，导致细胞死亡或生长受抑，表现为 QS 激活水平升高；当 QQ 细菌或上清将 AHL 降解为失活产物时，AHL 浓度下降，SacB 诱导减弱，传感器存活/活性增加。检测在微孔板中进行，以未接种 MIM+AHL 为阳性对照、TSB+水为阴性对照，通过比较剩余 AHL 水平或 QS 激活程度判断 QQ 活性。该过程无外源酶放大，信号放大依赖细菌生长/致死系统的级联响应。
检测灵敏度
原文未报告 LOD、线性范围、灵敏度斜率或相关系数。
效应效果
该方法在 16 个环境样品中均检出至少一株 QQ 菌，共获得 59 株能利用 AHL 作为唯一碳氮源的分离株，其中 41 株具 QQ 活性，14 株具胞外 QQ 活性；75%（44/59）为革兰阴性菌。Pseudomonas、Arthrobacter 和 Delftia 属 QQ 活性最高。热灭活后部分菌株仍保留 QQ 活性，提示存在热稳定 QQ 分子；蛋白酶 K 处理后部分菌株活性丧失，提示内酯酶或酰基酶机制，另一些保留活性，提示非酶或小分子抑制剂。SEC 显示 Delftia sp. Le1-2 的 QQ 活性位于 >6000 Da 分数，Diaphorobacter sp. Lw1-1 的活性位于低分子量分数。作者认为该方法比传统通用培养基筛选更省时、低成本，是高通量 QQ 菌筛选的有效替代。
传感器的构成
- 传感器细胞：Pseudomonas aeruginosa QSIS2（lasI rhlI 双突变株），作为 AHL 响应全细胞生物传感器
- 识别元件：pLasB-SacB1 质粒编码的 AHL 诱导致死系统，识别 AHL 并触发 SacB 表达
- 信号标记物：SacB 致死系统，AHL 诱导后导致传感器细胞死亡或活性下降
- 反应培养基：ABT 最小培养基（AB medium 含 0.5% 葡萄糖、0.5% 酪蛋白氨基酸、80 μg/mL 庆大霉素），维持传感器生长并选择质粒
- 被测物输入：AHL 混合物（3OC6HSL、3OC12HSL、C4HSL），作为 QS 信号分子
- 样品基质：环境样品（土壤/根际、水体）富集上清或分离菌 TSB 上清，提供 QQ 活性
- 读出容器：微孔板（MTP），用于 MTP 格式 QSIS2 检测
中文摘要
许多革兰阴性病原菌利用 N-酰基高丝氨酸内酯（AHLs）作为群体感应（QS）信号分子，协调基因表达并调控毒力。因此，抑制 QS 是控制感染的重要策略。本研究旨在建立一种高通量方法，从环境样品中分离和鉴定能够降解 AHL 的细菌。样品在含 1 mM N-(3-氧代十二酰基)-L-高丝氨酸内酯（3OC12HSL）和 2 mM N-(3-氧代己酰基)-L-高丝氨酸内酯（3OC6HSL）作为唯一碳氮源的最小培养基中于微孔板培养。能在该培养基生长的分离株经传代培养，并通过部分 16S rRNA 基因测序鉴定。随后，利用铜绿假单胞菌 QSIS2 生物传感器检测各分离株的 AHL 降解能力，检测前可不经处理、热处理或蛋白酶 K 处理。16 个样品共获得 59 株能单独或作为菌群成员利用 AHL 作为唯一碳氮源的分离株。后续实验表明每个样品至少含一株具有群体感应抑制（QQ）活性的菌株，合计 41 株具有 QQ 活性。热处理未完全抑制所有分离株的 QQ 活性；部分菌株经蛋白酶 K 处理后 QQ 活性丧失，而另一些仍保留，提示某些菌株可能产生并分泌热稳定的低分子量抑制化合物。
英文摘要
A large number of Gram-negative pathogens produce N-acylhomoserine lactones (AHLs) as signal molecules for quorum sensing (QS). This cell-cell communication system allows them to coordinate gene expression and regulate virulence. Therefore, strategies to inhibit QS are promising for the control of infectious diseases. The aim of the present study was to develop a high-throughput method for the isolation and identification of AHL-degrading bacteria from environmental samples. Samples were cultured in a microtitre plate in a minimal medium containing 1 mM N-(3-oxo-dodecanoyl)-L-homoserine lactone and 2 mM N-(3-oxo-hexanoyl)-L-homoserine lactone as the sole sources of carbon and nitrogen. Isolates growing on this minimal medium were subcultured and identified by partial 16S rRNA gene sequencing. Subsequently, the AHL-degrading capacity of each isolate was evaluated in the Pseudomonas aeruginosa QSIS2 biosensor assay, as such or after treatment with heat or proteinase K. The 16 samples tested yielded a total of 59 isolates which are, either alone or as part of a consortium, able to use AHL signal molecules as sole sources of carbon and nitrogen. Follow-up experiments have shown that in each sample there is at least one isolate with quorum quenching (QQ) activity, and that for all samples combined, 41 isolates have QQ activity. Furthermore, heat treatment did not fully inhibit QQ activity in all isolates. In some isolates, QQ activity was lost after proteinase K treatment, while others remained able to quench QS. Therefore, it is likely that some isolates produce and secrete (a) heat-stable, low molecular weight inhibitory compound(s).