组成图示
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传感器类型
其他（抗体微阵列/光学显微镜无标记免疫固定传感器）
检测对象
大肠杆菌（Escherichia coli，E. coli，含 ETEC 菌株）；样品基质：细菌混合培养物（LB/PBS 重悬液），文中亦提及可应用于牛奶、受污染水样、固体食品提取物
检测原理
传感器以硅片或玻璃片为基底，经 APTES 和 BMPS 活化后，将抗大肠杆菌菌毛抗体共价固定于表面，形成抗体微阵列。活菌表面的 K88、K99、987P、F41、CFA/I 等菌毛与对应抗体发生特异性多价结合，使细菌被捕获并原位固定于特定抗体点。捕获菌数随体相菌浓度和孵育时间增加；在低浓度区间，前 10 min 的捕获速率与菌浓度呈线性关系。信号换能不依赖外加标记或电子转换，而是以固定菌斑的位置、密度和形态作为光学可读信号；荧光蛋白或 DAPI 仅用于实验验证。多价菌毛-抗体结合、微阵列位置编码和延长孵育共同提高检测灵敏度。
检测灵敏度
线性范围: ∼3×10^5–3×10^7 cfu/mL（ETEC H10407）；∼3×10^4–3×10^7 cfu/mL（Salmonella H72-pBBScfa）；灵敏度斜率: ∼1.2±0.1×10^-6 cells/(min·(100 μm)^2)/(cfu/mL)（ETEC H10407）；(6.9±0.3)×10^-6 cells/(min·(100 μm)^2)/(cfu/mL)（Salmonella H72-pBBScfa）；R^2 = 0.99（ETEC H10407）；R^2 = 0.96（Salmonella H72-pBBScfa）；捕获率: 在体相浓度 10^5 cfu/mL 时，超过每 100×100 μm^2 面积每 0.5 h 捕获 1 个细菌
效应效果
该方法具有较好的特异性：非特异吸附占总固定细胞数低于 5%。但存在一定交叉反应，如 anti-K88ab 与 anti-K88ac 之间、anti-CFA/I 与 K99/B41 菌株之间可发生交叉固定；单克隆抗体通常比多克隆抗体固定效率更高，例如 anti-K99 单克隆抗体固定 H681-K99 的细胞密度约为多克隆抗体的 2 倍。抗体微阵列可在约 45 min 内同时区分三种荧光标记大肠杆菌，整体检测时间少于 1 h，且无需额外化学标记或电子传感步骤。不同批次培养物验证了重现性。作者认为该方法可用于牛奶、受污染水样或固体食品提取物的现场快速筛查，在 PCR 系统分析前提供即时病原菌识别。
传感器的构成
- 基底：硅片（silicon chips）或玻璃片（glass slides），承载抗体并供显微镜观察
- 表面活化层：APTES 与 BMPS 处理硅片，提供官能团用于抗体共价连接
- 识别元件：抗菌毛 IgG 抗体（anti-CFA/I、anti-K99、anti-987P、anti-K88ab、anti-K88ac、anti-F41），特异性结合活菌表面菌毛
- 微阵列编码层：用 microplotter 在玻璃片上点样多种抗体，形成位置编码的抗体微阵列
- 信号指示：活菌本身作为无标记信号；实验验证用 pDsRed-RFP、GFP 和 DAPI 区分菌株
- 清洗缓冲：PBS 洗涤去除多余抗体与松散结合细胞，降低非特异吸附
- 读出：光学/荧光显微镜观察菌斑位置、颜色与密度，实现多病原菌识别
中文摘要
病原菌在传感器表面的捕获效率直接影响生物传感器的灵敏度。本文研究了不同菌毛型大肠杆菌在抗菌毛抗体修饰基底上的免疫固定捕获行为，所用抗体分别针对 K88ab（F4）、K88ac（F4）、K99（F5）、987P（F6）、F41 和 CFA/I 菌毛。结果表明，上述菌毛均可用于高效固定活大肠杆菌细胞；固定效率受抗体纯度、抗体克隆类型以及细菌菌毛表达水平影响。对特定菌毛类型而言，单克隆抗体通常比多克隆抗体表现出更高的固定效率。作者进一步将免疫固定应用于浸入混合病原菌培养物的抗体微阵列，实现了单次检测在 1 h 内对多种病原菌的快速、同时、无标记检测。在体相浓度为 10^5 cfu/mL 时，活病原菌的捕获速率超过每 100×100 μm^2 面积每 0.5 h 捕获 1 个细菌。
英文摘要
Capturing pathogens on a sensor surface is one of the most important steps in the design of a biosensor. The efficiency of a biosensor at capturing pathogens has direct bearing on its sensitivity. In this work we investigated the capturing of Escherichia coli on substrates modified with antibodies targeting different types of fimbriae: K88ab (F4), K88ac (F4), K99 (F5), 987P (F6), F41, and CFA/I. The results suggest that all these fimbriae can be used for the efficient immobilization of living E. coli cells. The immobilization efficiency was affected by the purity and clone type of the antibody and the fimbriae expression level of the bacteria. For a specific fimbriae type, a higher immobilization efficiency was often observed with the monoclonal antibodies. Immunoimmobilization was utilized in an antibody microarray immersed in a mixed culture of pathogens to demonstrate the rapid and simultaneous label-free detection of multiple pathogens within less than 1 h using a single test. The capture rate of living pathogens exceeds a single bacterium per 100 × 100 μm(2) area per 0.5 h of incubation for a bulk concentration of 10(5) cfu/mL.