组成图示
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传感器类型
荧光生物传感器
检测对象
凋亡（apoptosis，以外翻磷脂酰丝氨酸 PS 为标志）；样品基质：MCF-7 人乳腺癌细胞培养物（96孔成像板/细胞培养液）
检测原理
Staurosporine（SSP）处理 MCF-7 细胞后，凋亡早期磷脂酰丝氨酸（PS）由细胞膜内叶外翻至外表面。annexin V-FITC 在 Ca2+ 存在下特异性结合外翻 PS，使 FITC 标记物富集于凋亡细胞膜表面。共聚焦显微镜以 488 nm 激发 FITC，采集 500–540 nm 绿色荧光图像；软件对感兴趣区（ROI）扫描，计算平均荧光强度。随着 SSP 浓度升高，外翻 PS 的凋亡细胞比例增加，平均荧光强度随之升高。SPR 验证中，PS/PC 脂质体固定于 L1 芯片，annexin V 结合引起界面质量增加，SPR 响应（RU）随 PS 摩尔比例升高而增大，确认识别事件与信号输出的一致性。该方法无酶或核酸放大，直接依赖荧光标记探针与细胞膜 PS 暴露量。
检测灵敏度
原文未报告 LOD、线性范围、灵敏度斜率或相关系数。
效应效果
SPR 结果显示 annexin V 结合量随 PS 组成增加：0% PS 为 61 RU，5% 为 575 RU，10% 为 1092 RU，15% 为 1369 RU；结合后几乎不解离，说明识别特异性较强。细胞成像中，SSP 0.01 和 0.05 μM 时荧光变化小，1、5、10 μM 时平均荧光强度显著升高，剂量–凋亡关系与 MTS 60 h 终点检测和 FACS 双染结果相似。FACS 中坏死细胞（PI 阳性）约占 3–4%，10 μM SSP 时仍有约 20% 细胞保持健康。成像检测仅需 4 h，可适配 96/384 孔板与 X–Y 平台，作者认为其比 MTS 和 FACS 更省时、简便，适合高通量早期筛选凋亡诱导剂。
传感器的构成
- 成像基底：96孔成像板（Greiner 96-well imaging plate），承载 MCF-7 细胞并适配共聚焦成像。
- 识别元件：annexin V（膜联蛋白V），在 Ca2+ 存在下特异性结合凋亡细胞外翻的 PS。
- 信号标记物：FITC（异硫氰酸荧光素）标记的 annexin V-FITC 共轭物，结合 PS 后产生绿色荧光。
- 识别靶标：磷脂酰丝氨酸（PS），凋亡早期从细胞膜内叶外翻至外表面。
- 结合/洗涤介质：binding buffer（10 mM HEPES、140 mM NaCl、2.5 mM CaCl2，pH 7.4），维持 Ca2+ 结合条件并洗去未结合探针。
- 读出头：共聚焦激光扫描显微镜（TCS SL, Leica）与 TSL SL 软件，488 nm 激发、500–540 nm 发射，定量 ROI 平均荧光强度。
- SPR 验证模块：BIACORE 3000 L1 芯片、PS/PC 脂质体与 0.1% BSA 封闭，用于确认 annexin V 与 PS 的结合特异性。
中文摘要
本研究提出一种细胞成像检测方法，作为传统细胞毒性检测（如 MTS 检测）的替代方案，用于早期监测凋亡。研究选择磷脂酰丝氨酸（PS）与膜联蛋白 V（annexin V）之间的亲和相互作用作为凋亡监测参数。首先，利用表面等离子共振（SPR）生物传感器测定由不同摩尔组成（0–15%）PS 构成的磷脂双分子层中 annexin V 与 PS 的特异性结合亲和力；结果显示，随着 PS 组成增加，annexin V 结合水平按比例增加。其次，使用不同浓度（0.1–10 μM）的 staurosporine（SSP）诱导 MCF-7 乳腺癌细胞凋亡，通过共聚焦显微镜获取 annexin V-FITC 共轭物的细胞荧光图像，并用图像扫描定量荧光强度。所得剂量–凋亡（或细胞死亡）关系与 MTS 检测和流式细胞术（FACS）结果非常相似。总之，该细胞成像方法可作为 MTS 终点检测和 FACS 更快、更简单的替代方法，用于筛选潜在凋亡诱导剂。
英文摘要
The objective of this study was to propose a feasibility of a cellular imaging assay as an alternative to the conventional cytotoxicity assay, such as MTS assay, for apoptosis monitoring. As an apoptosis monitoring parameter, affinity interaction between phosphatidylserine (PS) and annexin V was chosen. First, the specific binding affinity between annexin V and PS in phospholipid bilayers consisting of various molar (0-15%) composition of PS was measured using a surface plasmon resonance biosensor. As PS composition increased, the binding level of annexin V increased proportionally. Second, various concentrations (0.1-10 μM) of staurosporine were used as to induce apoptosis and introduced to MCF-7 breast carcinoma cells. The cellular fluorescence images from annexin V-FITC conjugate were obtained by confocal microscopy, and their fluorescence intensities were quantified by image scanning. Dose-apoptosis (or cell death) relationships were very similar to those from MTS and FACS assays. In summary, our cellular imaging method could serve as a quicker and simpler alternative to MTS (end point assay) and FACS (flow cytometry) to screen potential apoptosis inducers.